10. Resistenzen und Tropismus

– Eva Wolf und Patrick Braun –

 

Das virologische Ziel antiretroviralen Therapien ist die Reduktion der Viruslast bis unter die Nachweisgrenze von 20-50 Kopien/ml (DAIG 2010). Virale Blips unter suppressiver ART werden häufig beobachtet und können biologische bzw. statistische Schwankungen darstellen (Nettles 2005, Garcia-Gasco 2008). Bei aktiver Virusreplikation mit wiederholt messbarer Viruslast besteht allerdings die Gefahr einer Resistenzentwicklung – je höher dabei die Viruslast unter Therapie, umso höher ist das Risiko (Delaguerre 2009). Einer retrospektiven Kohortenstudie zufolge steigt das Risiko eines virologischen Versagens ab einer Viruslast zwischen 100 und 300 Kopien/ml (Garcia-Gasco 2008). Ob es sich bei derart niedrigen Virämien unter ART um aktive Virusreplikation handelt, oder um Virus, das durch Immunaktivierung aus latenten Reservoirs freigesetzt wird, ist freilich bislang ungeklärt.

Das rasche Auftreten resistenter Virusvarianten wird insbesondere durch den hohen Turnover von HIV verursacht – täglich entstehen in unbehandelten Patienten ca. 10 Milliarden neuer Viruspartikel (Perelson 1996) – und durch die hohe Fehlerrate bei der Reversen Transkription des Virusgenoms. Zwar stehen auch ohne ART durch die hohe Mutationsrate ständig neue Virusvarianten („Quasispezies“), doch erst in Gegenwart antiretroviraler Medikamente werden resistenzrelevante Mutationen selektiert. Hat ein Virus einmal eine oder mehrere dieser Mutationen aquiriert, die ihm eine verminderte Empfindlichkeit gegenüber bestimmten Substanzen verleihen, hat es unter Therapie gegenüber dem Wildtyp-Virus einen Selektionsvorteil (Drake 1993). Resistente Virusvarianten sind eine wesentliche Ursachen für das virologische Versagen antiretroviraler Therapien. Dank vieler neuer Substanzen gelingt es heute auch häufig trotz langer Vorbehandlung noch wirksame Kombinationen zusammen zustellen, sofern die Resistenzlage berücksichtigt wird.

Neben den Grundlagen beschreibt dieses Kapitel die Methoden der Resistenzbestimmung, die unter ART relevanten Resistenzmutationen und ihre Bedeutung, sowie die Methoden der Tropismusbestimmung und deren Einsatzmöglichkeiten. Die meisten Daten stammen dabei aus Patienten mit Subtyp B-Viren, die in Nordamerika und Zentraleuropa die Mehrheit stellen, jedoch weltweit nur 12 % ausmachen. In den letzten Jahren wurden zunehmend auch non-B-Subtypen untersucht, teilweise mit abweichenden Resistenzpfaden und Mustern (Snoeck 2006).

Methoden der Resistenzbestimmung

Die zwei etablierten Methoden, die Resistenz bzw. Sensitivität von HIV gegenüber antiretroviralen Substanzen zu messen, sind die genotypische und die phänotypische Resistenzbestimmung (Wilson 2003). Zu den von der FDA zugelassenen genotypischen Testsystemen zählen

  • HIV-1 TrueGene™ (Siemens Healthcare Diagnostics)
  • ViroSeq™/ABI Prism®
  • 3100 Genetic Analyzer (Abbott Molecular/Applera Corporation of Applied Biosystems and Celera).

Die herkömmliche Genotypisierung (Populations-Sequenzierung) erfasst in der Regel nur Virusstämme mit einem Anteil von mindestens 20 % an der Gesamtpopulation. Über ultrasensitive Methoden (allelspezifische Realtime-PCR, Single-Genome-Sequencing) mit Detektionsgrenzen von <0,1–5 % verfügen nur wenige Labore. Die klinische Relevanz von minoren Viruspopulationen  ist weiterhin nicht eindeutig belegt, wird aber insbesondere für NNRTI verstärkt diskutiert (Li 2011).

Beispiele für kommerzielle phänotypische Resistenztests sind

  • Antivirogram® von Virco
  • PhenoSense™ von Monogram Biosciences
  • PhenoTecT™ von InPheno
  • Phenoscript™ von VIRalliance.

Nachteile der Phänotypisierung sind der größere zeitliche Aufwand und die hohen Kosten. Während die Gesamtkosten der genotypischen Resistenzbestimmung je nach Testverfahren und Labor zwischen 260 und 400 Euro liegen, ist der Preis für die Phänotypisierung mindestens doppelt so hoch. Ein Problem beider Methoden ist, dass eine Mindestmenge an Viren vorhanden sein muss. Je nach Methode und Labor beträgt die virale Mindestmenge 100 bis 1.000 Kopien/ml, bei niedrigeren Virämien  kann die Resistenzanalyse häufig nicht durchgeführt werden.

In den Tabellen 1 und 2 werden die Vor- und Nachteile der phänotypischen und der genotypischen Resistenzanalyse aufgelistet.

Tabelle 1: Vor- und Nachteile der phänotypischen Resistenzanalyse
Phänotypische Resistenzanalyse
Vorteile Nachteile
  • Direktes Messergebnis
  • Valides Ergebnis auch bei unbekannten Resistenz-Mutationen (z.B. bei  neuen Substanzen)
  • Valides Ergebnis auch bei komplexen Mutationsmustern mit z.B.  Resensitivierungseffekten
  • Detektion von minoren Varianten erst ab 20-30%
  • Klinischer Cut-off nicht für alle Medikamente vorhanden
  • Teuer (keine Kassenleistung in Deutschland)
  • Zeitaufwendig (mehrere Wochen)
  • Keine Angaben zum HIV-1 Subtyp möglich
  • Medikamenten-Kombinationen bzw. Interaktionen zwischen Medikamenten werden nicht in die Interpretation des Phänotyps einbezogen
  • Zwischenschritte auf dem Weg zur Resistenzbildung werden nicht detektiert

Phänotypisierung

Bei einem phänotypischen Resistenztest wird die Empfindlichkeit gegenüber Medikamenten direkt quantifiziert. Die Replikationsfähigkeit von Virusisolaten wird in der Zellkultur unter dem Selektionsdruck der einzelnen antiretroviralen Substanzen – in steigenden Konzentrationen – gemessen und mit der des Wildtyp-Virus verglichen. Die Medikamentenkonzentration, die benötigt wird, um in der Zellkultur die Replikation eines Virusisolats um 50 % zu hemmen, wird IC50 (50 % inhibitory concentration) genannt. Die Empfindlichkeit wird als Quotient aus gemessener IC50 und IC50 eines Wildtyp-Referenzvirus angegeben. Zur Interpretation wird dieser Quotient – auch Resistenzfaktor oder „Fold-change“ genannt – mit einem so genannten Cut-off Wert verglichen. Dieser gibt idealerweise an, bis zu welchem Wert der Resistenzfaktor des HIV-Isolats im Vergleich zum Wildtyp-Virus erhöht sein kann, ohne dass ein klinisch relevanter Wirkverlust besteht (Cheng 1973).

Technischer, biologischer und klinischer Cut-off

Man unterscheidet drei Cut-off-Werte.
Der technische Cut-off ist ein Maß für die messtechnische Variationsbreite.
Der biologische Cut-off ist ein Maß für die natürliche Variationsbreite der Empfindlichkeit der Wildtyp-Virusisolate.
Der klinische Cut-off gibt an, bis zu welcher IC50-Erhöhung (Fold-change) noch mit einer uneingeschränkten Wirksamkeit zu rechnen ist. Er ist somit der klinisch relevante Schwellenwert. Eine vollständige Resistenz gegen ein Medikament entsteht häufig nicht abrupt, sondern entwickelt sich über sukzessive Aminosäureaustausche (insbesondere bei PIs). Meist wird ein oberer und einen unterer klinischer Cut-off angegeben. Am unteren Cut-off ist das virologische Ansprechen bereits leicht vermindert, ab dem oberen Cut-off ist kein oder nur ein geringes virologisches Ansprechen zu erwarten. Für neuere Medikamente fehlen oftmals aus Datenmangel diese Cut-offs, in diesen Fällen orientiert man sich am biologischen Cut-off.

Bei der phänotypischen Resistenzanalyse werden Mutationen, die selbst keine Resistenz bewirken, aber Hinweise auf eine übertragene, sich entwickelnde bzw. zurückentwickelnde Resistenz liefern, nicht berücksichtigt.

Genotypisierung

Grundlagen und Nomenklatur

Das Erbmaterial des HIV besteht aus je 2 RNA (Ribonukleinsäure)-Strängen, die die genetischen Informationen des Virus beinhalten. Innerhalb der Nukleotidsequenzen des HIV-Genoms kodieren je drei Nukleotide, auch Codons genannt, für eine Aminosäure in der Proteinsequenz. Resistenzmutationen werden mit einer Zahl, die die Position des jeweiligen Codons innerhalb des Gens angibt, und zwei Buchstaben beschrieben. Der Buchstabe vor der Zahl bezeichnet die Aminosäure, für die dieses Codon im Wildtyp-Virus an dieser Position kodiert. Der Buchstabe nach der Zahl bezeichnet die Aminosäure, die durch das mutierte Codon gebildet wird. Eine Veränderung der Nukleotidfolge eines Codons, eine Mutation, kann den Einbau einer anderen Aminosäure zur Konsequenz haben, was die Proteinfunktion beeinträchtigen und zu einem Wirkverlust entsprechender antiretroviraler Substanzen führen kann. Bei der M184V zum Beispiel betrifft die entsprechende Mutation das Codon 184 des RT-Gens und führt zu einem Austausch der Aminosäure Methionin (M) gegen Valin (V) im RT-Enzym. Diese Mutation bewirkt, dass das Virus resistent gegen 3TC und FTC wird.

Es gibt Mutationen, die sogenannten „stillen Mutationen“, die keinen Aminosäureaustausch zur Folge haben. Klinisch relevant sind nur die Mutationen, die einen Aminosäureaustausch bewirken, der auch zu einer Veränderung der Proteinstruktur führt. Diese Veränderung kann beispielweise auch zur Resistenzbildung beitragen. Weiterhin gibt es noch „letale“ Mutationen, die bewirken, dass defekte Proteinstrukturen entstehen und der Vermehrungszyklus des Virus unterbrochen wird.

Mit den genotypischen Verfahren werden Resistenz-assoziierte Mutationen analysiert. Die Mutationen werden über die direkte Sequenzierung des amplifizierten HIV-Genoms oder durch spezifische Hybridisierungsverfahren mit Wildtyp- bzw. mutanten Oligonukleotiden nachgewiesen. Für therapeutische Entscheidungen relevant sind die Sequenzierung der HIV-pol-Region, die für die viralen Enzyme Protease, Reverse Transkriptase und Integrase codiert, und der env-Region, die für die Hüllproteine gp41 und gp120 codiert. Untersuchungen zeigen, dass auch andere Genbereiche wie die RNAse H und der gag-Bereich resistenz-relevant sind. Diese werden hier nicht weiter beschrieben, da sie hauptsächlich im Rahmen von Forschungsprojekten und nicht routinemäßig analysiert werden.

Basis für die Interpretation genotypischer Resistenzmuster ist die Korrelation zwischen Genotyp, Phänotyp und klinischem Ansprechen. Entsprechende Daten kommen aus In-vitro-Selektionsstudien, klinischen Studien, klinischen Beobachtungen und zahlreichen Doppelmessungen, bei denen Mutationen auf ihre phänotypische Resistenz untersucht wurden.

Tabelle 2. Vor- und Nachteile der genotypischen Resistenzanalyse.

Genotypische Resistenzanalyse

Vorteile

Nachteile

  • Schnell durchführbar (Tage)
  • Weit verbreitet (kein S3 Labor)
  • Auflistung aller Veränderungen in der Nukleotidsequenz
  • Detektion von Aminosäuren, die einen Hinweis auf eine vorhandene oder sich zurückentwickelnden Resistenz liefern
  • Angabe zum HIV-1 Subtyp
  • Kassenleistung (Protease, RT)
  • Indirekte Messung
  • Detektion von minoren Varianten ab 20%
  • Komplexe Mutationsmuster sind oft schwierig interpretierbar
  • Unbekannte Mutationen werden bei der Interpretation nicht berücksichtigt
  • Interpretationssysteme müssen kontinuierlich aktualisiert werden

Regelbasierte Interpretationssysteme

Häufig basieren genotypische Interpretationssysteme auf Regeln, die von Experten aus Literaturdaten abgeleitet und ein- bis zweimal im Jahr überarbeitet werden (z. B. HIV-GRADE). Die wichtigsten Interpretationssysteme sind in der Tabelle 3 aufgelistet. Die kommerziellen Anbieter von Resistenztests haben meist Interpretations­richtlinien in ihre Systeme integriert (z. B. virco®Type HIV-1 von Virco oder GuideLines© (TruGene™) von Siemens Healthcare Diagnostics.

Datenbasierte Interpretationssysteme und virtueller Phänotyp

Im Gegensatz zu den von Expertenteams erstellten, wissensbasierten Regelsystemen hat man sich bei den datenbasierten Interpretationssystemen geno2pheno oder vircoType™ dem Problem mathematisch genähert – mit dem Ziel, aus einer genetischen Information den Phänotyp bzw. das virologische Ansprechen vorhersagen zu können. Bei diesem „virtuellen Phänotyp“ wird dem individuellen genotypischen Resistenzmuster ein Phänotyp zugeordnet, ohne dass eine Phänotypisierung durchgeführt wurde. Grundlage hierfür sind Datenbanken mit den Ergebnissen paarweise durchgeführter Geno- und Phänotypisierungen.

Das frei verfügbare Resistenzinterpretationssystem geno2pheno basiert auf der Verwendung maschinell lernender Techniken, wie z. B. Support-Vektormaschinen (Beerenwinkel 2003). Es lernt aus den gekoppelten Geno- und Phänotypen, erkennt Gesetzmäßigkeiten und kann so den (virtuellen) Phänotyp ableiten.

Grundlage der vircoType-Interpretation ist ein multiples, lineares Regressionsmodell, das auf einen Datensatz von über 53.000 Genotyp/Phänotyp-Paaren angewendet wird: Für jedes Medikament wird die IC50-Erhöhung bzw. der Fold-change-Wert als Funktion der möglichen Mutationen und Mutationspaare dargestellt. Durch die Berücksichtigung von Mutationspaaren werden Interaktionen zwischen den einzelnen Mutationen in die Resistenzbeurteilung einbezogen. Die Regressionsanalyse ordnet den jeweiligen Mutationen bzw. Mutationspaaren medikamentenspezifische Gewichtungsfaktoren zu. Synergistische Effekte durch das gleichzeitige Auftreten zweier Mutationen werden durch einen positiven Gewichtungsfaktor, antagonistische oder re-sensitivierende Effekte durch einen negativen Gewichtungsfaktor abgebildet.

Tabelle 3.  Resistenzinterpretationssysteme im Überblick
Interpretationssystem (letztes Update) Interpretation

Freier Zugang

Internet:http://www.

HIV-GRADE (07/2010), Deutschland

Regelbasiert

ja

hiv-grade.de

z.B.  http://www.hiv-grade.de/grade/deployed/grade.pl?program=hivalg

Rega V8.0.2 (HIV-1&2) (06/2009), Belgien

Regelbasiert

ja

http://regaweb.med.kuleuven.be/software/rega_algorithm/

HIVdb Version 6.0.9 (08/2010), USA

Regelbasiert

ja

hivdb.stanford.edu/

z.B. http://sierra2.stanford.edu/ sierra/servlet/JSierra

ANRS (HIV1&2) V19 (07/2010), Frankreich

Regelbasiert

ja

hivfrenchresistance.org/

EuResist

EuResist Network GEIE

Datenbasiert

ja

euresist.org http://engine.euresist.org/data_analysis/viral_sequence/new

MGRM GeneSeq 

(Monogram Bioscience)

Regel- und datenbasiert

nein

monogramhiv.com

geno2pheno

Deutschland

Datenbasiert (Virtueller

Phänotyp)

ja

genafor.org ODER :

http://www.geno2pheno.org/

Virco®Type HIV-1 (Virco)

Datenbasiert (Virtueller

Phänotyp)

nein

http://www.vircolab.com

Methoden der Tropismusbestimmung

Um in die Zielzelle eindringen zu können, braucht HIV neben dem CD4-Rezeptor sogenannte Korezeptoren. Die zwei wichtigsten sind die Chemokinrezeptoren CCR5 und CXCR4. Entsprechend der Korezeptornutzung („Tropismus“) werden die Viren in CCR5- bzw. R5-trope und CXCR4- bzw. X4-trope Viren unterteilt. Virusstämme, die beide Rezeptoren nutzen können, nennt man „dual-trop“. Da diese im Tropismus-Test nicht von einer Mischung aus R5- und X4-tropen Viren zu unterscheiden sind, wird diese Gruppe als „dual/mixed“ (D/M)-trop bezeichnet.

Analog zur Resistenzanalyse kann die Tropismusbestimmung genotypisch oder phänotypisch durchgeführt werden. Trofile™ von Monogram ist, bedingt durch die Verwendung in den Zulassungsstudien von Maraviroc und Vicriviroc, der bekannteste phänotypische Tropismustest. Während der ursprüngliche Standardtest eine Sensitivitätsgrenze von 5 bis 10 % hatte, können mit dem sogenannten ESTA (enhanced sensitivity TrofileTM Assay) minore Viruspopulationen detektiert werden, die weniger als 1 % der Gesamtpopulation ausmachen. Ein anderer phänotypischer Test ist Phenoscript® ENV (EuroFins/VIRalliance). Die Übereinstimmung zwischen beiden Assays lag in einer Untersuchung bei 85 % (Skrabal 2007).

Bei der genotypischen Tropismusanalyse wird im Gegensatz zur phänotypischen Methode lediglich die für die Bindung entscheidende V3-Region des gp120-Gens sequenziert. Dieser Genabschnitt definiert den viralen Tropismus des Virus. Basierend auf der analysierten Nukleotid- bzw. Aminosäuresequenz erfolgt die Tropismusvorhersage unter Nutzung spezieller bioinformatischer Werkzeuge. Hierzu werden Analysemethoden, wie die Charge Rule, Support-Vektormaschinen (SVM) oder Decision Trees verwendet (Garrido 2008, Skrabal 2007, Obermeier 2008). Frei verfügbare Software für die genotypische Tropismusvorhersage findet sich unter den folgenden Web-Adressen:

Die Interpretation mit dem Korezeptor-Tool von geno2pheno ist weit verbreitet, zeigt gute Übereinstimmung mit ESTA und wird in Deutschland primär eingesetzt (Prosperi 2010). Im Gegensatz zur phänotypischen Bestimmung kann die genotypischen Vorhersage nicht zwischen X4-tropen und dual- bzw. misch-tropen Populationen differenzieren. Das mit geno2pheno ermittelte Ergebnis ist die sogenannte Falsch-Positivrate (FPR), die die Wahrscheinlichkeit angibt, dass eine X4-Vorhersage falsch ist. Eine FPR von 0,1 % bedeutet sehr sicher einen X4-Tropismus, eine FPR von 90 % mit hoher Sicherheit einen R5-Tropismus, da das X4-Ergebnis mit 90%iger Wahrscheinlichkeit falsch wäre. Aktuell werden in den deutschen Leitlinien die Grenzen wie folgt gesetzt: Eine FPR von ≤ 12 % entspricht einem X4-tropen und eine FPR von ≥ 20 % einem R5-tropen Virusstamm. FPR-Werte zwischen 12 % und 20 % sollten möglichst mittels eines phänotypischen Tropismustests abgeklärt werden. Für die Testung aus proviraler DNA, die bei supprimierter Viruslast zum Einsatz kommt (s.u.), wird eine FPR-Grenze von 20 % empfohlen. Es wird zur Zeit diskutiert, den unteren Schwellenwert von 12 % auf 5 % herabzusetzen, womit der Graubereich zwischen 5 % und 20 % liegen würde. In den europäischen Richtlinien wurde der Graubereich des mit geno2pheno berechneten Ergebnisses zwischen 10 % und 20 % festgelegt (Vanderkerckhove 2010).

Bei der genotypischen Tropismustestung unterscheidet man wie bei der Resistenztestung die Populations-Sequenzierung, bei der X4-trope Viren erst ab einem Anteil von 20 % an der Gesamt-Viruspopulation detektiert werden, und ultra-sensitive Methoden wie die Ultradeep-Sequenzierung (UDS) mit Nachweisgrenzen von wenigen Prozent. In einer Studie zu MVC+ATV/r bei ART-naiven Patienten wurde der ESTA zur Tropismusbestimmung verwendet. Alle Proben wurden sowohl mit UDS als auch mit der gängigen Populationssequenzierung (mit einer FPR von 5,75 %) reanalysiert. Mit dem ESTA wurden in 123 Fällen (69 %) R5-trope Viren nachgewiesen, in 39 Fällen (22 %) dual/misch-trope Viren. In 16 Fällen (9 %) konnte kein Ergebnis generiert werden. Die Populationssequenzierung fand in 82 % R5-trope Viren, in 15 % X4-trope Viren. In 3 % konnte kein Ergebnis erzielt werden.  Die Korrelation für R5-tropes Virus lag für UDS und Populationssequenzierung bei 95 %. Von den Proben, die mit der Populationssequenzierung als R5-trop eingestuft wurden, hatten nur 3 % (3 von 114) einen Anteil an X4-tropen Viren von mehr als 2 %. Für alle fehlgeschlagenen ESTA-Bestimmungen konnte mit der Populationssequenzierung der Tropismus bestimmt werden (Portsmouth 2010a).

Der Vorteil der genotypischen Testverfahren liegt, wie bei der Resistenzanalyse, in der breiten Verfügbarkeit und dem schnellen Ergebnis. Analysen, in denen sowohl geno- als auch phänotypische Tropismusergebnisse mit dem virologischen Ansprechen korreliert wurden, zeigten, dass die beiden Methoden als gleichwertig anzusehen sind (Braun 2009, Harrigan 2009, s. auch Kapitel CCR5 Antagonisten). Dies entspricht auch den europäischen Empfehlungen (Vanderkerckhove 2010). Ein weiterer Vorteil liegt darin, dass der Test auch bei sehr niedriger oder nicht nachweisbarer Viruslast aus proviraler DNA möglich ist. Dies kann beispielsweise für Patienten mit Nebenwirkungen bedeutsam sein. Es besteht eine gute Korrelation zwischen den TrofileTM-Ergebnissen und genotypischen Tropismusvorhersagen aus proviraler DNA (Obermeier 2008). Die provirale Tropismusbestimmung und die oben genannten Argumente begründen die Aufnahme der genotypischen Korezeptor-Tropismusbestimmung in die Leitlinien der Deutschen AIDS Gesellschaft (DAIG 2009) für Diagnostik und Therapie der HIV-Infektion. Der kommerzielle TrofileTM-Test, der seit kurzem auch für provirale DNA angeboten wird, wird entsprechend den Richtlinien in Deutschland meist nur bei unklaren Ergebnissen als Bestätigungstest eingesetzt. In den Europäischen Guidelines wird sowohl die genotypische als auch die phänotypische Tropismusbestimmung berücksichtigt (Vandekerckhove 2010).

Tabelle 4. Gegenüberstellung der Vor- (+) und Nachteile (-) von genotypischer und phänotypischer Tropismusanalyse, exemplarisch anhand von geno2pheno und Trofile (ESTA).

ESTATM

phänotypische Analyse anhand

des  vollständigen gp160;

Ergebnis in Zellkultur bestimmt

Geno2pheno

genotypische Analyse auf Basis

der V3-Sequenz (Datenbank);

Ergebnis berechnet/vorhergesagt

+ An klinischen Daten validiert

+  An klinischen Daten validiert

+ Unterscheidung zwischen R5-, X4- und Dual/Misch-tropen HIV

+  Ergebnis basierend auf dem Ausschluss von X4-tropen Viren

– Monopol (USA)

+  Einsatz  weit verbreitet in molekularbiologischen Laboren

– kommerziell / teuer

+  frei verfügbar / kostengünstiger

– Ergebnisdauer: 3 – 4 Wochen

+  Ergebnisdauer: ca. 5 Arbeitstage

– aus RNA: Viruslast von ≥500 – 1.000 Kopien/ml erforderlich

+ aus RNA: Viruslast von ≥500 – 1.000 Kopien/ml erforderlich

+  Jüngst auch bei niedriger/nicht nachweisbarer  Viruslast aus proviraler DNA möglich

+ Auch bei niedriger/nicht nachweisbarer  Viruslast aus proviraler DNA möglich

–  Sensitivitätsgrenze: < 1%

–  Sensitivitätsgrenze: ca. 20%

Resistenzmechanismen

NRTIs werden als Prodrugs verabreicht und erst als Triphosphate wirksam. Bei Nukleotidanaloga sind zwei, bei Nukleosidanaloga drei Phosphorylierungsschritte nötig. Phosphorylierte NRTIs werden kompetitiv zu den natürlichen dNTPs (Desoxynukleotid-Triphosphate) in die provirale DNA eingebaut. Sie hemmen deren weitere Synthese durch das Enzym Reverse Transkriptase (RT), blockieren so die Verlängerung der proviralen DNA und führen zum Kettenabbruch. Zu unterscheiden sind zwei biochemische Resistenz-Mechanismen (De Mendoza 2002):

Die sterische Inhibition wird durch Mutationen vermittelt, die es dem RT-Enzym ermöglichen, strukturelle Unterschiede zwischen NRTIs und dNTPs zu erkennen. Der Einbau von NRTIs wird zugunsten der dNTPs verhindert, so zum Beispiel bei den Mutationen M184V, Q151M, L74V und K65R (Naeger 2001, Clavel 2004).

Bei der ATP (Adenosin-Triphosphat)- oder Pyrophosphat-vermittelten Phosphorylyse werden bereits eingebaute NRTIs aus der wachsenden DNA-Kette wieder freigesetzt. Dies ist der Fall bei den Thymidinanaloga-Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y und K219Q (Meyer 2000). Diese verursachen Kreuzresistenzen zwischen den NRTIs, die jedoch unterschiedlich stark ausgeprägt. Die Mutation K65R wirkt der Exzision der bereits eingebauten NRTIs entgegen. Das Gleichgewicht beider Mechanismen – reduzierter Einbau durch K65R einerseits und Hemmung der Exzision durch K65R andererseits – führt bei den meisten NRTIs zu einer verminderten, bei AZT jedoch zu einer erhöhten Empfindlichkeit (White 2005) und damit zu einer Resensitivierung.

NNRTIs hemmen ebenfalls die RT, unterscheiden sich jedoch chemisch von den NRTIs. Als kleine Moleküle lagern sie an eine hydrophobe Stelle in der Nähe des katalytischen Zentrums der RT an. Mutationen an der NNRTI-Bindungsstelle der RT verringern die Affinität der Inhibitoren und führen zu einem Wirkverlust. Während bei NNRTIs der ersten Generation oft eine Mutation für eine vollständige Resistenz reicht, ist das Mutationsmuster bei den weniger starren NNRTIs der zweiten Generation komplexer (Vingerhoets 2008, Molina 2008).

PIs verhindern die Spaltung des viralen gag-pol-Vorläuferproteins durch das Enzym HIV-Protease. Dadurch werden Viruspartikel produziert, die nicht infektiös sind. PI-Resistenzen entwickeln sich in der Regel langsam, da mehrere Mutationen akkumulieren müssen. Es werden Haupt- und Nebenmutationen unterschieden, die jedoch nur eine grobe Einstufung der Resistenzlage erlauben.

Hauptmutationen („major mutations“) verursachen phänotypisch Resistenzen. Zu ihnen zählen sowohl Mutationen, die unter dem Selektionsdruck eines Medikaments als erste auftreten, als auch Mutationen (häufig auch als primäre Mutationen bezeichnet), die sich im aktiven Zentrum der HIV-Protease befinden und die Bindungsfähigkeit des PIs an dieses Enzym reduzieren. Teilweise führen diese Mutationen auch zu einem Aktivitätsverlust der Protease.

Nebenmutationen („minor mutations“, auch als sekundäre Mutationen bezeichnet) liegen außerhalb des aktiven Zentrums und treten in der Regel erst nach den Hauptmutationen auf. Bisweilen können sie den durch die Hauptmutationen bedingten Verlust an viraler Fitness kompensieren (Nijhuis 1999, Johnson 2007b).

Mutationen an den Positionen 20, 36, 63, und 77 sind polymorph und kommen auch ohne Selektionsdruck häufig vor bzw. entsprechen z.T. den Konsensus-Aminosäuren einiger non-B-Subtypen. Ihr Beitrag zur Resistenz ist nur gering und hängt vom Vorhandensein anderer Mutationen ab.

Tabelle 5. Resistenzmutationen unter PIs
Hauptmutationen
23I, L24I, D30N, V32I, 33F, M46I/L, I47V/A, G48V/M, I50V/L, 53L, I54V/A/M/L/T/S, L76V, V82A/C/F/L/M/S/T, I84V/A/C, N88D/S, L90M
Nebenmutationen (Auswahl)
L10FIRVY, V11I, L24F, L33I, E35G, K43T, M46V, F53L/Y, Q58E, A71V/T/I/L, G73C/A/T/S, T74P/S, L89V
(HIV Drug Resistance Database, Sequence Analyses Program, version 6.0.9, 2010-08-24; http://hivdb.stanford.edu/pages/documentPage/PI_mutationClassification.html)

Entry-Inhibitoren verhindern, dass das Virus in die Zielzelle eindringen kann. Damit HIV in die Zielzelle gelangen kann, bindet es mit seinem Oberflächenprotein gp120 an den CD4-Rezeptor, was zu Konformationsänderungen im gp120 führt und die Bindung des V3-Loops von gp120 mit den Chemokin-Rezeptoren der Zielzelle, CCR5 bzw. CXCR4, ermöglicht. Durch Interaktionen der beiden Heptad Repeat Regionen HR1 und HR2 und des viralen Transmembranproteins gp41 erfolgt eine Konformationsänderung in gp41, die schließlich die Insertion von gp41 in die Zellmembran ermöglicht. CCR5-Antagonisten binden an den CCR5-Korezeptor, verhindern so die Interaktion mit dem viralen Oberflächenprotein gp120 und damit den Eintritt in die Zelle. Fusionsinhibitoren verhindern die Fusion der viralen Membran mit der Zellmembran. Der Fusionsinhibitor T-20 ist ein synthetisches Peptid, das der C-terminalen HR2-Domäne von gp41 entspricht und kompetitiv zu HR2 mit HR1 interagiert. Dadurch wird die nötige Konformationsänderung in gp41 und so die Fusion von HIV mit der Zelle verhindert. Bereits ein einzelner Aminosäure-Austausch in HR1 kann die Wirksamkeit von T-20 deutlich einschränken.

Integrase-Inhibitoren verhindern die Integration des viralen Erbgutes, die provirale DNA nach der Transkription, in das Erbgut der Wirtszellen. Zunächst bindet die virale Integrase im Zytoplasma an die 3’Enden der proviralen DNA und bildet den Präintegrationskomplex. Anschließend schneidet die Integrase ein Dinukleotid an beiden Enden der viralen DNA heraus, wodurch neue 3’-Hydroxylgruppen entstehen (3’-Prozessierung). Im Zellkern kommt es zum Strangtransfer, bei dem die Integrase die Endabschnitte der viralen DNA mit der zellulären DNA verbindet. Integrase-Inhibitoren, wie Raltegravir oder Elvitegravir, verhindern den Strangtransfer. Sie binden an die Integrase und wandern zusammen mit dem Präintegrationskomplex in den Zellkern. In ihrer Gegenwart können die Integrase-Moleküle die Integration der proviralen DNA in die zelluläre DNA nicht mehr katalysieren. Resistenz entsteht durch die Selektion bestimmter (Schlüssel-) Mutationen im Integrase-Gen. Sowohl der Strangtransfer als auch die 3’ Prozessierung können dadurch betroffen sein. Es wurden bereits einige unterschiedliche Resistenzprofile und -pfade beschrieben. Die Akkumulation zusätzlicher Mutationen führt zu einer weiteren Abnahme der Empfindlichkeit (Fransen 2008, Miller 2008).

Transmission resistenter HIV-Stämme

Die Prävalenz der bereits vor Therapiebeginn vorhandenen Resistenzmutationen variiert regional erheblich. Prävalenzen von über 20 % wurden vorübergehend in einigen US-Städten mit einer großen homosexuellen Population und mit langjährigem Zugang zu antiretroviralen Therapien beobachtet. Ältere Arbeiten zur Inzidenz und Prävalenz sind allerdings mit Vorsicht zu bewerten, da nicht jeder Polymorphismus resistenz-assoziiert ist. In 2007 wurden die als Primärresistenz geltenden Mutationen von einer internationalen Forschungsgruppe definiert. Durch die Vereinheitlichung dieser zuletzt in 2009 aktualisierten Mutationsliste können internationale Daten zur Primärresistenz verglichen werden (Bennett 2009).

Tabelle 6. Resistenzprävalenz bei unbehandelten Patienten (Auswahl).
Referenz

Region

Zeitraum

Kollektiv

N

Primär-Resistenz

Bartmeyer 2010

Deutschland

1996-2007

Serokonverter

1298

12,4 %

De Mendoza 2005

Spanien

1997-2004

Serokonverter

198

12,1 %

Recordon 2007

Frankreich

1996-2005

Serokonverter

194

15,7 %

Little 2002

USA

1995-2000

Serokonverter

377

22,7 %

Chaix 2007

Frankreich

2005-2006

Serokonverter + Chronisch Infizierte

289

10,4 %

Frentz 2011

Europa

2006-2007

Neu Diagnostizierte

1630

9,7 %

Truong 2006

San Francisco

2004

Neu Diagnostizierte

129

13,2 %

Jayaraman 2006

Kanada

1999-2003

Neu Diagnostizierte

768

10,2 %

Nkengafac 2007

Kamerun

2005-2006

Neu Diagnostizierte

180

7,8 %

Oette 2008

D (NRW)

2001-2004

Chronisch Infizierte

1373

14 %

Cane 2005

Großbritannien

1996-2005

Chronisch Infizierte

2357

14,2 %

Die deutsche Serokonverterstudie des RKI fand zwischen 1996 und 2007 in 12,4 % (158/1.276) partiell resistente Viren. Obwohl der Anteil an Isolaten mit einer Primärresistenz über die Beobachtungszeit stabil blieb, nahm der Anteil NRTI–resistenten Viruspopulationen (7,5 %) ab, während NNRTI-Resistenzen (3,5 %) tendentiell zunahmen (Bartmeyer 2010). Bei chronisch infizierten Patienten lag im Zeitraum 2001-2007 der Primärresistenzanteil bei 14 % (Oette 2008).

Europaweite Prävalenzdaten aus den Jahren 2006 bis 2007 kommen aus dem SPREAD-Programm (Strategy to Control Spread of HIV Drug Resistance). Bei 9,7 % der 2.687 neu diagnostizierten HIV-Patienten wurden Viren mit mindestens einer Resistenzmutation gefunden. Der Anteil an Isolaten mit NRTI-, NNRTI- und PI-Resistenz betrug 5,7 %, 3,9 % und 1,7 %. Bei weniger als 1 % der Patienten lagen Resistenzen gegen zwei Medikamentenklassen vor (Frentz 2011).

Ultrasensitive Methoden wie die allelspezifische Realtime-PCR (AS-PCR) oder die Ultradeep-Sequenzierung erkennen meist mehr Resistenzmutationen als herkömmliche Sequenzierungsverfahren. In einer Schweizer Studie detektierte eine AS-PCR bei 13 von 74 Patienten (18 %) mit vermeintlichem Wildtyp-Virus noch M184V- und/oder K103N-Quasispezies als minore Varianten (Metzner 2007a). In einer Studie aus Atlanta wurden so bei 33/205 (16 %) noch Resistenzmutationen nachgewiesen (Johnson 2007a). In einer englischen Studie an 165 anonymisierten Proben aus den Jahren 2003-2006 ergab der Standard-Assay in 13 % der Proben eine Resistenz, die für K103N, Y181C und M184V sensitiveren Verfahren dagegen in 19 %. Durch die empfindlichere Nachweismethode stieg insbesondere der Anteil an M184V-Isolaten von 0,6 % auf 8 %.

Das Vorkommen von Primärresistenzen ist bei therapienaiven Patienten mit frischer bzw. mit chronischer HIV-Infektion mit 19 % bzw. 20 % nahezu gleich (Buckton 2010). Dies bedeutet, dass übertragene Primärresistenzen über lange Zeit persistieren (Pao 2004). In einer spanischen Studie kam es nach einer Beobachtungszeit von im Median 41 Monaten nur bei 3 von 10 Serokonvertern mit Primärresistenzmutationen zur (partiellen) Rückmutation (De Mendoza 2005b). Im Gegensatz zu K103N oder M184V werden Isolate mit der Mutation K65R seltener übertragen. Sie wurden nur bei 4/194 Patienten (2 %) als minore Virusvariante zu Therapiebeginn detektiert (Metzner 2007b).

Primär übertragene Resistenzmutationen können die Therapieoptionen einschränken und das virologische Ansprechen mindern (Little 2002, Wittkop 2010)). Dies wurde auch durch eine Metaanalyse (10 Studien, 985 Patienten) für minore NNRTI-resistente Virusvarianten bestätigt (Li 2011). Wird jedoch die Resistenzlage berücksichtigt, ist ein primärer Therapieerfolg häufig möglich (Oette 2006, Reuter 2008).

Anfang 2005 erregte ein New Yorker Patient mit rascher klinischer Progression großes Aufsehen. Er hatte sich mit einem multiresistenten Virus, dessen Replikationskapazität der eines Wildtyp-Virus glich, angesteckt. Therapieoptionen waren stark eingeschränkt. Dieser Fall verdeutlichte die möglichen klinischen Konsequenzen von Primärresistenzen (Markowitz 2005). In 2010 wurde erstmalig von der Transmission eines gegen Integrase-Inhibitoren resistenten Virus berichtet. Das Virus wies zusätzlich NRTI-, NNRTI- und PI- Resistenzmutationen auf. Der Autor empfiehlt bei therapienaiven Patienten mit multiresistenten Viren zusätzlich das Integrase-Gen auf Resistenzmutationen hin zu analysieren (Young 2010).

Klinische Studien und Leitlinien

Die klinische Relevanz genotypischer Resistenztests vor Therapieumstellung wurde in prospektiven, kontrollierten Studien wie VIRADAPT, CPCRA 046 oder Havana belegt (Durant 1999, Baxter 2000, Tural 2002). Dies gilt auch für die phänotypische Resistenztestung (Studie VIRA 3001, Cohen 2002). Patienten, deren Ärzte vor der ART-Umstellung Informationen über Resistenzen besaßen, erzielten deutlichere Viruslastsenkungen als Patienten, deren ART ohne Wissen um die Resistenzlage geändert wurde – dies zu einem Zeitpunkt, zu dem es noch vergleichsweise wenig Therapieoptionen bzw. -alternativen gab. Seither sind diverse neue Medikamente hinzugekommen, die auch für den Einsatz bei bestehenden Resistenzmutationen entwickelt wurden. Mit den Zweit-Generations-NNRTIs und -PIs, die abhängig vom Resistenzprofil unterschiedliche Wirksamkeit zeigen, hat auch die klinische Relevanz der Resistenzbestimmung vor Therapieumstellung zugenommen.

Aus ethischen Gründen werden aktuell keine Studien mehr angelegt, die den Nutzen einer Resistenzanalyse untersuchen: Eine Resistenzanalyse vor ART-Einleitung gehört zur Routinediagnostik in Regionen, in denen die Übertragung resistenter HI-Viren beobachtet wird. Im Rahmen einer groß angelegten retrospektiven Analyse des Eurocoord-Chain Projektes wurde untersucht, ob übertragene HIV-Resistenzen den Erfolg der initialen ART beeinflussten. Insgesamt wurde bei 10.458 Patienten, die ihre ART 1998 begonnen hatten, Blutproben vor Beginn der ART untersucht. Unterschieden wurden Patienten ohne resistente Viren, Patienten mit resistenten Viren, die aber eine vollständig wirksame ART erhalten hatten sowie Patienten, bei denen mindestens ein Medikament der verordneten ART nicht mehr vollständig wirksam war. Es zeigte sich, dass die Berücksichtigung der Resistenzen essentiell für einen dauerhaften Therapieerfolg war. Patienten, die nicht „resistenz-gerecht“ therapiert wurden, hatten ein 2,6-fach höheres Risiko eines Therapieversagens (Wittkop 2010).

Die Resistenztestung ist fester Bestandteil der europäischen und deutschen Leitlinien, sowohl bei unbehandelten als auch bei behandelten Patienten. Die Indikation nach den Deutsch-Österreichischen Leitlinien ist in Tabelle 7 zusammengefasst.

Tabelle 7: Empfehlungen zur Resistenztestung, Deutsch-Österreich. Leitlinien (DAIG 2010)
Empfehlung zur Resistenztestung Evidenz-Level

Kommentare

Bisher unbehandelte Patienten

Primäre/kürzliche Infektion

empfohlen

A II

Meldung an das Serokonverterregister des RKI

Chronische Infektion, vor ART-Beginn

empfohlen

A II

Wenn nicht schon vorher erfolgt

Behandelte Patienten

Nach erstem Therapieversagen

generell empfohlen vor ART-Wechsel

A II

Abklärung der Ursachen des Therapieversagens!

Mit umfangreicher ART-Vorbehandlung

generell empfohlen vor ART-Wechsel

A II

Abklärung der Ursachen des Therapieversagens!

In oder nach einer Therapiepause

u.U. sinnvoll, aber nicht zwingend

D III

Feststellung einer Reversion zum Wildtyp

Interpretation genotypischer Resistenzprofile

Die hier zitierten Algorithmen sind nur richtungsweisend. Auf Basis dieser Daten alleine sollte keine Therapieentscheidung getroffen werden. Empfohlen werden eines der in Tabelle 3 genannten Resistenzinterpretationssysteme, wie zum Beispiel http://www.HIV-Grade.de.

NRTIs

Bei einigen NRTIs wie 3TC oder FTC verursacht bereits eine einzige Mutation eine hochgradige Resistenz. Deshalb sollten diese Substanzen nur in effektiven Kombinationen eingesetzt werden. Die für 3TC/FTC spezifische Mutation M184V führt jedoch auch gleichzeitig zu einem Verlust der viralen Replikationskapazität um ca. 40-60 % (Miller 2003, Deval 2004). In einer frühen Studie zur 3TC-Monotherapie lag die Viruslast trotz frühem Auftreten der Mutation M184V nach 52 Wochen immer noch 0,5 Logstufen unter der Ausgangsviruslast (Eron 1995). Im Vergleich zu Therapiepausen scheint eine 3TC-Monotherapie die virologische und immunologische Verschlechterung hinauszuzögern (Castagna 2006). FTC und 3TC haben ein nahezu gleiches geno- und phänotypisches Resistenzprofil – ein Therapieversagen ist mit der Mutation M184V verbunden (Borroto-Esoda 2007). Oft wird vorher noch die Mutation M184I detektiert, die dann schnell durch M184V verdrängt wird (Schuurmann 1995). Abhängig von der Begleitmedikation wird M184V häufiger unter 3TC als unter FTC, insbesondere in Kombination mit TDF, nachgewiesen (Svicher 2010). In der prospektiven HEAT-Studie war M184V allerdings unter FTC häufiger (Smith 2008).

T69I ist eine seltene Mutation, die in 0,5 % der vorbehandelten und 0,2 % der ART-naiven Patienten nachgewiesen wird. Diese Mutation bewirkt eine starke Resistenz gegen 3TC, FTC und eventuell auch gegen TDF (Svicher 2010).

Zu den Thymidinanaloga-Mutationen, meist kurz „TAMs“ genannt, zählen die Mutationen M41L, D67N, K70R, L210W, T215Y/F und K219Q/E, die zunächst unter AZT beschrieben wurden (Larder 1989), aber auch durch D4T selektiert werden können (Loveday 1999). Es werden zwei Mutationspfade unterschieden: den sogenannten TAM-1 Pfad mit 41L, 210W und 215Y und den TAM-2 Pfad mit D67N, K70R, T215F und K219Q/E (Flandre 2004). In Abhängigkeit von den einzelnen TAMs und deren Kombination variiert der Resistenzfaktor und entsprechend auch der Resistenzgrad für AZT von einstelligen bis dreistelligen Werten, wo hingegen für D4T ein weitaus niedriger Faktor zur vollständigen Resistenz ausreicht. Dies verdeutlicht, dass Resistenzfaktoren von unterschiedlichen Medikamenten nicht miteinander verglichen werden dürfen. Unter AZT- und D4T-basierten Regimen wird häufiger der TAM-1 Pfad beobachtet (Cozzi-Lepri 2009). Statt TAMs wird oftmals auch der Begriff der „NAMs“ (Nukleosidanaloga-Mutationen) verwendet, da diese Mutationen auch mit einer Kreuzresistenz gegenüber allen anderen NRTIs – ausgenommen 3TC und FTC – verbunden sind (Harrigan 2000). Insbesondere die Kombination von bestimmten TAMs kann die Wirksamkeit von ABC, DDI und TDF stark beeinträchtigen (s. Tabelle 8).

Unter einer versagenden ABC- oder DDI-Therapie treten meist die Mutationen L74V/I und seltener die Mutation K65R auf. Y115F ist eine spezifische Resistenz-assoziierte ABC-Mutation.

Auch die Wirksamkeit von Tenofovir wird durch TAMs negativ beeinflusst. Insbesondere durch die Mutation L210W, die meist nicht alleine nachweisbar ist, wird das virologische Ansprechen schlechter (Antoniou 2003). In Analogie zu ABC und DDI gilt auch für TDF, dass TAMs nur „reselektioniert“ werden, aber nicht unter diesen Medikamenten neu entstehen.

Selektioniert wird unter TDF primär die Mutation K65R. Sie bewirkt eine intermediäre Resistenz gegenüber TDF, ABC, DDI, 3TC, FTC und D4T (Shafer 2003, Garcia-Lerma 2003). Bei bereits vorhandenen TAMs wird K65R kaum beobachtet, denn TAMs und K65R stellen zwei antagonistische Resistenzpfade dar. K65R tritt nur selten auf demselben Genom zusammen mit TAMs auf und praktisch nie zusammen mit L74V (Wirden 2005). Ähnlich wie in den großen klinischen TDF-Studien mit divergenten Therapieregimen scheint sich die Inzidenz der Mutation K65R bei ≤5 % stabilisiert zu haben. Dagegen wurde bei den Triple-Nuke-Kombinationen wie TDF+3TC+ABC oder TDF+3TC+DDI häufig ein Therapieversagen in Zusammenhang mit K65R beobachtet (Gallant 2003, Landman 2005). Als Grund für die hohe Versagerrate wird die niedrige genetische Barriere dieser Therapieregime vermutet: Das Auftreten der Mutation K65R bewirkt einen Sensitivitätsverlust gegen alle drei Medikamente.

K65R erhöht die Sensitivität gegenüber AZT bzw. bewirkt eine Resensitivierung gegenüber AZT, falls bereits (wenige) TAMs vorhanden sind. (White 2005, Underwood 2005). Umgekehrt reduzieren TAMs die K65R-assoziierte Resistenz gegen TDF, ABC und DDI (Parikh 2007).

Wie M184V reduziert auch K65R (im Gegensatz zu TAMs oder L74V/I) die virale Fitness: die mediane Replikationskapazität für Viren mit M184V/I oder K65R liegt bei 68 % bzw. 72 % (McColl 2005), bei gleichzeitigem Vorhandensein von K65R und M184V sinkt sie auf nur 29 % (Miller 2003, Deval 2004). Seltener als K65R wurde die Mutation K70E oder K70G unter versagender Therapie mit Tenofovir beobachtet, insbesondere bei Kombinationen mit Abacavir und 3TC (Delaugerre 2008, Bradshaw 2007)

Die Mutationen  M184V, L74V sowie die NNRTI-spezifischen Mutationen L100I und Y181C können einen antagonistischen Effekt auf die Resistenzentwicklung gegenüber NRTIs ausüben (Vandamme 1999, Underwood 2005). L74V/I mit oder ohne M184V führt für AZT und TDF zu einer Herabsetzung der IC50 um ca. 70 %; entsprechend ist die phänotypische Empfindlichkeit um ca. den Faktor 3 erhöht (Underwood 2005).

M184V bewirkt für AZT eine Resensitivierung bzw. eine Herabsetzung der IC50 um 50-60 % und für D4T eine IC50-Minderung um ca. 30 %. Diese Resensitivierung kann in Abhängigkeit von bestimmten TAMs klinisch relevant sein (Shafer 1995, Underwood 2005). Die Phänotypisierung von 9.000 Proben zeigte in 79 % der Fälle eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz, falls M41L, L210W und T215Y nachgewiesen wurden. War jedoch zusätzlich M184V vorhanden, wiesen nur noch 52 % eine mehr als 10-fache AZT-Resistenz auf (Larder 1999). M184V erhöht auch die Empfindlichkeit gegenüber TDF (Miller 2001, Miller 2004a). Im Gegensatz dazu kann M184V zusammen mit multiplen TAMs die Resistenz gegenüber ABC verstärken (Harrigan 2000, Shafer 2003).

Eine so genannte Multi-Drug-Resistenz (MDR) gegenüber allen Nukleosid-Analoga – mit Ausnahme von 3TC und wahrscheinlich FTC – liegt vor, falls eine der folgenden Kombinationen vorkommt: T69SSX, d. h. die Mutation T69S plus einer Insertion von zwei oder mehr Aminosäuren (SS, SG oder SA) zwischen Position 69 und 70, plus eine AZT-assoziierte Mutation oder aber Q151M plus eine weitere MDR-Mutation wie V75I, F77L oder F116Y (Masquelier 2001, Miller 2001, Miller 2004). Die MDR-Mutation Q151M allein bewirkt eine intermediäre Resistenz gegenüber AZT, D4T, DDI und ABC. Sie kommt mit einer Prävalenz von unter 5 % relativ selten vor. Gegenüber TDF führt Q151M nur zu einem geringen Aktivitätsverlust. In Kombination mit Mutationen an den Positionen 75, 77, und 116 entstehen eine hochgradige Resistenz gegenüber AZT, DDI, D4T und ABC und eine intermediäre Resistenz gegenüber TDF (Shafer 2003).

Diese T69SSX-Insertion oder auch die Mutation Q151M führen jeweils zusammen mit der Mutation M184V zu einer um ca. 70 % verminderten viralen Replikationskapazität (Miller 2003, Deval 2004).

Quantitative Empfindlichkeitsmessungen an großen Kohorten zeigten, dass bei NRTI-vorbehandelten Patienten in bis zu 29 % eine Hypersuszeptibilität gegenüber NNRTIs (Erniedrigung der inhibitorischen Konzentration um den Faktor 0,3–0,6) besteht. Eine reduzierte AZT- bzw. 3TC-Empfindlichkeit korrelierte invers mit einer erhöhten NNRTI-Suszeptibilität (Shulman 2000). Insbesondere die RT-Mutationen T215Y, H208Y und V118I sind prädiktiv für eine Hypersuszeptibilität gegenüber Efavirenz. Eine Datenbank-Analyse einiger Tausend paarweise gemessener Geno- und Phänotypen zeigte eine NNRTI-Hypersuszeptibilität sowohl beim Vorhandensein von TAMs als auch bei nicht-Thymidinanaloga-assoziierte NAMs. Eine Hypersuszeptibilität gegenüber Efavirenz lag gleichermaßen bei 1-2 TAMs, multiplen TAMs+M184V und nicht-Thymidinanaloga-assoziierten NAMs, wie K65R, T69X, M184V und insbesondere K65R+M184V vor (Whitcomb 2002, Shulman 2004, Coakley 2005a). Bislang haben diese Ergebnisse jedoch nicht zu neuen Therapiestrategien geführt.

NNRTIs

Erstgenerations-NNRTIs (Efavirenz, Nevirapin)

Bei den NNRTI sind zahlreiche Mutationen beschrieben, die isoliert aber auch kombiniert auftreten können. Eine einzige Mutation kann bereits in einer hochgradigen Resistenz gegenüber einem oder mehreren NNRTI resultieren.

Die häufige Mutation K103N bewirkt eine 20–50-fache Resistenz gegen Efavirenz und Nevirapin (Petropolus 2000). Y181C/I bewirkt eine 30-fache Nevirapin-Resistenz. Auch der Therapieerfolg von Efavirenz scheint dann nur vorübergehend zu sein, weshalb auch Efavirenz bei Vorliegen dieser Mutation nicht verordnet werden sollte. G190A ist mit einer hochgradigen Nevirapin-Resistenz sowie einer intermediären Efavirenz-Resistenz verbunden, G190S und Y188C/L/H mit einer  hohen Resistenz gegen beide Substanzen (Shafer 2003, De Mendoza 2002).

Der alleinige Nachweis von A98G/S (häufiger bei Subtyp C) oder V108I ist meist nicht klinisch relevant; Mutationen, wie L101E oder L101P können hingegen schon alleine eine intermediäre Resistenz bewirken. V106A führt sogar zu einer über 30-fachen Nevirapin-Resistenz. Im Gegensatz zu Subtyp B-Viren entsteht bei Subtyp C-Viren häufiger die Mutation V106M. Sie ruft nicht nur eine Nevirapin-Resistenz, sondern auch eine Efavirenz-Resistenz hervor (Grossman 2004).

Der weitere Einsatz von Erstgenerations-NNRTI ist bei Nachweis entsprechender Mutationen nicht zu empfehlen, damit nicht weitere Mutationen selektioniert werden, die die Wirksamkeit von Zweitgenerations-NNRTI beeinflussen können.

Zweitgenerations-NNRTIs

Etravirin ist gegen Viren mit einzelnen NNRTI-Mutationen wie K103N, Y188L und/oder G190A aktiv (Andries 2004). Im Vergleich zu anderen NNRTIs hat Etravirin eine höhere genetische Barriere, wahrscheinlich aufgrund einer flexiblen Bindung an die Reverse Transkriptase. Eine hochgradige Resistenz wird meist bei mehr als zwei Mutationen beobachtet (Mills 2007, Katlama 2007, Vingerhoets 2007). Im Labor wurden nach mehreren in-vitro-Passagen vor allem die RT-Mutationen V179F (eine neue Variante an dieser Position) und Y181C selektioniert, aber auch L100I, E138K, Y188H, G190E, M230L und V179I (Brillant 2004, Vingerhoets 2005). Die häufig vorkommende Mutation K103N beeinflusst die Wirksamkeit nicht (Vingerhoets 2006).

In den DUET-Studien wurden nachfolgende Resistenz-assoziierte Etravirin-Mutationen identifiziert: V90I, A98G, L100I, K101E/H/P, V106I, E138A, V179D/F/T, Y181C/I/V, G190A/S und M230L. Hauptselektionskriterium war der Effekt der Baseline-Mutation auf das virologische Ansprechen (<50 Kopien/ml) unter Etravirin zu Woche 24. Hinzu kam als weiteres Kriterium die Korrelation zwischen Mutation und Resistenzfaktor. Neu ist die Gewichtung einzelner NNRTI-Mutationen. Von den 17 Etravirin-Mutationen erhielten Y181I/V mit einem Gewichtungsfaktor von 3, gefolgt von L100I, K101P, Y181C und M230L mit 2,5 die höchsten Werte. Den Mutationen E138A, V106I, G190S und V179F wurde ein Gewichtungsfaktor von 1,5 und den übrigen Mutationen einer von 1 zugeordnet. Im Gesamtscore wurden 0-2 Punkte mit einer virologischen Ansprechrate von 74 % (bestes Ansprechen), 2,5-3,5 Punkte mit 52 % (intermediär) und ≥4 Punkte mit 38 % (vermindertes Ansprechen) korreliert.

In einem Panel von 4.248 NNRTI-resistenten klinischen HIV-1 Isolaten wiesen die am stärksten gewichteten Mutationen Y181I/V eine niedrige Prävalenz von 1,5 % und 0,9 % auf. Die Mutation Y181C, die häufiger unter Nevirapin als unter Efavirenz selektiert wird, hat in diesem Kollektiv eine Prävalenz von 32 % (Vingerhoets 2008). Monogram hat einen Etravirin-Score mit 37 ebenfalls gewichteten Mutationen entwickelt. Die Mutationen mit der höchsten Resistenzeinstufung (Punktwert 4) sind L100I, K101P und Y181C/I/V. Einen Punktwert von 3 erhielten die Mutationen E138A/G, V179E, G190Q, M230L, K238N. Einen Punktwert von 2 bekamen K101E, V106A/I, E138K, V179L, Y188L, G190S. Einfach gewertet werden die V90I, A98G, K101H, K103R, V106M, E138Q, V179D/F/I/M/T, Y181F, V189I, G190A/E/T, H221Y, P225H und K238T. Ab 4 Punkten ist ein Wirkverlust von Etravirine wahrscheinlich. Der Wirkungsverlust steigt mit zunehmendem Gesamtscore (Haddad 2010).

Rilpivirin scheint wie Etavirin in seiner Wirksamkeit nicht oder kaum von einzelnen NNRTI-Mutationen wie K103N, V106A oder G190A beeinträchtigt zu werden. In vitro wurden mit 40 nM über 30 Tage keine resistenten Varianten selektiert. Unter 10 nM wurden innerhalb von 8 Tagen bis zu acht Mutationen selektiert, darunter L100I, V106I, Y181C und M230I; die IC50-Erhöhung lag in diesem Fall bei 4.

In einer Studie an therapienaiven Patienten ohne bekannte NNRTI-Mutation wurden unter Rilpivirin insgesamt acht neu auftretende Mutationen beobachtet: L100I, K101E, K103N, E108I, E138K/R, Y181C und M230L (Molina 2008). Es besteht eine Kreuzresistenz von über 90 % zwischen Rilpivirin und Etravirin.

Im Rahmen zweier Phase 3-Studien, in denen Rilpivirin gegen Efavirenz getestet wurde, war virologisches Versagen unter Rilpivirin häufiger (10,5 % versus 5,7 %). Zudem wurden bei diesen Patienten häufiger Resistenzmutationen nachgewiesen (63 % versus 54 %). Die häufigsten unter Rilpivirin waren dabei E138K (45 %), K101E (13 %), H221Y (10 %), V189I (8 %), Y181C (8 %) und V90I (8 %). Bei 46 %, 31 % und 23 % der resistenten Isolate wurden 1, 2 bzw. 3 NNRTI-Mutationen nachgewiesen. Eine Kreuzresistenz zu Efavirenz ist eher unwahrscheinlich – bei Therapieversagen mit Efavirenz traten andere primäre Mutationen auf, wie K103N (39 %), V106M (11 %) und Y188C (7 %).

Auch NRTI-Mutationen wurden bei Therapieversagen unter Rilpivirin häufiger als unter Efavirenz nachgewiesen (68 % versus 32 %). Unter Rilpivirin war dies vor allem M184I, unter Efavirenz dagegen M184V (Eron 2010).

PIs

Erstgenerations-PIs

Das Spektrum relevanter PI-Mutationen ist sehr groß. Obwohl bei Akkumulation mehrerer PI-Mutationen eine moderate bis hohe Kreuzresistenz zwischen den Erstgenerations-PIs beschrieben ist, sind für die einzelnen Substanzen die primären Mutationen relativ spezifisch. Bei früher Umstellung auf eine andere PI-Kombination, d. h. vor Akkumulation mehrerer Mutationen, kann die Folgetherapie durchaus erfolgreich sein. Die meisten Daten zu den primären Mutationen stammen aus Zeiten, in denen die PIs noch ungeboostert gegeben wurden. Unter einer Primärtherapie mit geboostertem Lopinavir, Fosamprenavir, Saquinavir, Atazanavir oder Darunavir plus je zwei NRTIs treten dagegen auch bei virologischem Versagen extrem selten primäre PI-Mutationen auf. Falls Mutationen nachgewiesen werden sind dies meist NRTI-Mutationen (Eron 2006, Walmsley 2007, Clumeck 2007, Gathe 2008, Lataillade 2008, Molina 2008). Primäre Resistenzen unter geboosterten PIs – selbst unter PI-Monotherapie – sind bislang Einzelfälle (Conradie 2004, Friend 2004, Lanier 2003, Coakley 2005b, Lataillade 2008).

Nelfinavir: Resistenzprofile mit der primären Mutation D30N sowie weiteren sekundären Mutationen bewirken nur eine geringe Kreuzresistenz zu anderen PIs (Larder 1999). Ein Therapieversagen unter Nelfinavir kann auch mit L90M einhergehen (Craig 1999). Während bei Subtyp B-Viren unter Nelfinavir häufig zunächst D30N oder M46I plus N88S als erste Mutationen auftreten, sind das bei den Subtypen C, G und AE häufiger die Mutationen L90M und I84V. Ein Grund für diese unterschiedlichen Resistenzpfade liegt im Vorkommen der natürlichen Polymorphismen: Während der Polymorphismus M36I nur bei ca. 30 % der B-Subtypen vorkommt, ist er bei Non-B-Subtypen häufiger (Gonzales 2004, Snoeck 2006).

Ungeboostertes Saquinavir selektiert G48V/M, eine Mutation, die die Empfindlichkeit um das 10-fache reduziert. Zusammen mit L90M kann ein hochgradiger Sensitivitätsverlust entstehen (Jacobson 1995). Unter einer versagenden geboosterten Saquinavir-Therapie sind meist mehr Mutationen, häufig in Kombination mit I84V/A, nachweisbar (Valer 2002). In einer retrospektiven Analyse wurden bei 138 PI-behandelten Patienten die Mutationen L10F/I/M/R/V, I15A/V, K20I/M/R/T, L24I, I62V, G73ST, 82A/F/S/T, I84V und L90M mit einem virologischen Versagen assoziiert (Marcelin 2007a). Die Mutation L76V kann dagegen zu einer klinisch relevanten Resensitivierung führen (Braun 2007).

Fosamprenavir: Unter versagender Therapie wurden insbesondere folgende, primäre Resistenzmutationen selektiert: I54L/M, I50V oder V32I plus I47V – jeweils häufig zusammen mit der Mutation M46I (Maguire 2002) In der Zephir-Studie wurde an 121 Patienten das virologische Ansprechen auf eine Therapie mit Fosamprenavir/r evaluiert. Bei weniger als drei Mutationen aus L10I/F/R/V, L33F, M36I, M46I/L, I54L/M/T/V, I62V, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V82A/F/S/T, I84V und L90M sank die Viruslast zu Woche 12 um 2,4 Logstufen, im Vergleich zu nur -0,1 log bei 4 oder mehr Mutationen. Eine Viruslast unter 400 Kopien/ml erreichten 80 % der Patienten mit maximal 3 Mutationen, verglichen mit 35–45 % mit 4-7 Mutationen und nur 10 % mit mehr Mutationen (Pellegrin 2005).

In einer retrospektiven Untersuchung an 73 PI-vorbehandelten war N88S/D mit erhöhtem Ansprechen assoziiert (Masquelier 2008).  L76V kann unter Fosamprenavir oder Lopinavir entstehen (Müller 2004).

Lopinavir: Wie bei anderen geboosterte PIs sind Mutationen unter einer Primärtherapie extrem selten. Einzelfälle berichten von virologischem Versagen mit dem vorübergehenden Auftreten der Mutation V82A, das gefolgt war von den Mutationen V32I, M46M/I und I47A (Friend 2004). In einer Monotherapie-Studie wurden drei Isolate mit der Mutation L76V detektiert (Delaugerre 2007).

Bei PI-vorbehandelten Patienten korreliert das Ansprechen auf Lopinavir negativ mit der Anzahl folgender Mutationen: L10F/I/R/V, K20M/R, L24I, M46I/L, F53L, I54L/T/V, L63P, A71I/L/T/V, V82A/F/T, I84V, L90M. Bei bis zu 5 Mutationen ist die IC50 im Median um den Faktor 2,7 erhöht, bei 6–7 Mutationen um 13,5 und bei mindestens 8 Mutationen um den Faktor 44 (Kempf 2001). Ein anderer Resistenzalgorithmus für Lopinavir/r bezieht 20 Mutationen an 12 verschiedenen Positionen ein (L10F/I, K20I/M, M46I/L, I50V, I54A/M/S/T/V, L63T, V82A/F/S sowie G16E, V32I, L33F, E34Q, K43T, I47V, G48M/V, Q58E, G73T, T74S, L89I/M). Bei 7 Mutationen kann von einer IC50– Erhöhung um den Faktor 10 und damit von einer Resistenz gegenüber Lopinavir ausgegangen werden. Insbesondere Mutationen an den Positionen 50, 54 und 82 scheinen einen Einfluss auf die phänotypische Resistenzlage zu haben (Parkin 2003, Jimenez 2005).

In einer Follow-up-Analyse der Isolate von 54 Patienten mit versagender Lopinavir-Therapie wurden vor allem Mutationen an den Positionen 46, 54 und 82 selektioniert, seltener L33F, I50V oder V32I zusammen mit I47V/I (Mo 2005).

I47A, eine Mutation, die erst nach der Einführung von Lopinavir beobachtet wurde, erniedrigt die Bindungsaffinität für Lopinavir und bewirkt einen 86 bis >110-fachen Sensitivitätsverlust. Dahingegen führt I47A aufgrund einer höheren Bindungsaffinität für Saquinavir zu einer Hypersuszeptibilität (Kagan 2005).

Dass auch bei 5 bis 10 Resistenzmutationen, die eigentlich für eine komplette PI-Kreuzresistenz sprechen, eine Resensitivierung möglich ist, wurde von einer deutschen Arbeitsgruppe beschrieben. Die Mutation L76V, die in erster Linie durch eine Therapie mit Lopinavir selektiert wird und seltener auch unter Amprenavir entstehen kann, ist mit einer Resistenz gegen Lopinavir, Amprenavir und Darunavir assoziiert, kann aber zu einer Resensitivierung gegenüber Atazanavir, Saquinavir oder Tipranavir führen (Müller 2004, De Meyer 2006b, Braun 2007).

Atazanavir hat zumindest partiell ein eigenes Resistenzprofil. Bei therapienaiven Patienten wird primär meist die Mutation I50L selektioniert – häufig in Kombination mit A71V, K45R, und/oder G73S. I50L führt zwar zu einem Sensitivitätsverlust gegenüber Atazanavir, erhöht jedoch die Empfindlichkeit gegenüber den anderen Erstgenerations-PIs, deren Bindungsaffinität für die HIV-Protease insbesondere bei I50L+A71V zwei- bis neunfach erhöht ist. Selbst in Gegenwart anderer primärer und sekundärer PI-Mutationen kann I50L die Suszeptibilität anderer PIs erhöhen (Colonno 2002, Weinheimer 2005). Bei PI-vorbehandelten Patienten entstand I50L jedoch nur in einem Drittel der Fälle (Colonno 2004). Die Akkumulation von PI-Mutationen wie L10I/V/F, K20R/M/I, L24I, L33I/F/V, M36I/L/V, M46I/L, M48V, I54V/L, L63P, A71V/T/I, G73C/S/T/A, V82A/F/S/T, L90M und insbesondere I84V führen zu einem Sensitivitätsverlust. Bei ungeboostertem Atazanavir korreliert die Zahl dieser Mutationen mit der Viruslastsenkung.

Die genetische Barriere von geboostertem Atazanavir ist im Vergleich zu ungeboostertem Atazanavir deutlich höher (Colonno 2004, Gianotti 2005): In der CASTLE-Studie an therapienaiven Patienten wurden lediglich in zwei Fällen PI-resistente Viren unter geboostertem Atazanavir nachgewiesen. Bei einem Patienten, bei dem Viren mit M46M/I+N88N/S detektiert wurden, konnte die Viruslast bei gleicher ART zu Woche 96 unter 50 Kopien/ml gesenkt werden. Bei dem zweiten Patienten war ein Zwei-Klassen-resistentes Virus mit folgenden PI-Mutationen V32I+M46I+L90M und den RT-Mutationen K65K/R, K70K/E, M184V nachweisbar. Es ist unklar, ob minore Resistenzen vor Therapie vorlagen (Lataillade 2008).

Der von Pellegrin und Kollegen entwickelte „Reyaphar-Score“ beinhaltet Mutationen an 12 Positionen, die mit reduziertem Ansprechen auf geboostertes Atazanavir assoziiert sind (L10I/F/R/V, K20I/M/R, L241, M461/L, 154L/M/T/V, Q58E, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V771, V82A/F/S/T, I84V und L90M). Bei weniger als 5 „Reyaphar-Mutationen“ betrug die gemittelte Viruslastreduktion nach 12 Wochen 1,4 Logstufen, bei mehr als 5 Mutationen nur noch 0,5 Logstufen (Pellegrin 2006).

Zweitgenerations-PIs

Tipranavir wirkt gut gegen Viren mit multiplen PI-Resistenzen. Selbst bei verminderter Empfindlichkeit auf Darunavir erwies sich noch ca. die Hälfte von 586 Virusisolaten als empfindlich auf Tipranavir (De Meyer 2006a). In vitro waren L33F und I84V die ersten Mutationen, die unter Tipranavir auftraten, allerdings gingen sie nur mit einer 2-fach erniedrigten Sensitivität einher. Am Ende der Selektionsexperimente wurden Viren mit 10 Mutationen (L10F, I13V, V32I, L33F, M36I, K45I, I54V, A71V, V82L, I84V) und einer um den Faktor 87 verminderten Suszeptibilität beobachtet (Doyon 2005). Diese und weitere Experimente führten dazu, dass einige Mutationen frühzeitig als Schlüsselmutationen galten, den damals so genannten PRAMs (protease inhibitor-resistance associated mutations). Zu den PRAMs zählen L33I/V/F, V82A/F/L/T, I84V und L90M. Bei mindestens 3 PRAMs sank die Viruslast unter geboostertem Tipranavir plus optimiertem Background nach 2 Wochen dennoch um 1,2 Logstufen, verglichen mit nur 0,2-0,4 Logstufen unter Regimen mit Amprenavir, Saquinavir oder Lopinavir (Cooper 2003, Johnson 2008, Mayers 2004).

In Reanalysen der Phase II/III-Studien wurden einige PRAMs bestätigt, andere als klinisch nicht relevant eingestuft (z.B. L90M), aber auch neue Resistenzmutationen identifiziert (Kohlbrenner 2004). Daraus wurde der „ungewichtete“ Tipranavir-Mutationsscore entwickelt, der 21 Proteasemutationen an 16 Positionen einbezieht (I10V, I13V, K20M/R/V, L33F, E35G, M36I, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V) (Baxter 2006). Dieser ungewichtete Scores wurde mit einem “gewichteten“, aus den RESIST-Studien generierten Tipranavir-Score weiter entwickelt (Scherer 2007). Einbezogen in die Modellrechnungen wurden Mutationen des ungewichteten Tipranavir-Scores plus fünf Mutationen (24I, 30N, 50L/V, 54L, 76V), denen man eine erhöhte Tipranavir-Suszeptibilität zuordnete. Den Mutationen wurden somit positive oder negative Gewichtungspunkte zugeordnet, die aufsummiert den gewichteten Tipranavir-Score ergeben. Die Hauptmutationen („major mutations“) I47V, I54A/M/V, Q58E, T74P, V82L/T, N83D tragen wesentlich zur Resistenz gegen Tipranavir bei und haben ein Gewicht von 3 bis 6. Mutationen mit erhöhter Empfindlichkeit und negativem Gewicht zwischen -7 und -2 sind L24I, I50L/V, I54L und L76V. Die Mutationen 33F, 13V und 69K, die häufiger bei Non-B-Subtypen vorkommen, wurden aus dem Score entfernt. Bei einem Score zwischen 3 und 10 ist Tipranavir noch partiell wirksam und erst über 10 geht man bei diesem Algorithmus von einer Resistenz aus. Nationale Resistenzalgorithmen unterscheiden sich insbesondere in der Gewichtung, die den einzelnen Mutationen zugeordnet wurde (siehe Tabelle 10).

Darunavir besitzt ebenfalls eine gute Aktivität gegen ein großes Spektrum PI-resistenter Viren. In vitro entwickelt sich eine Resistenz gegen Darunavir langsamer als gegen Nelfinavir, Amprenavir oder Lopinavir. In vitro wurden nach mehreren Passagen neben R41T und K70E zwei Mutationen selektiert, die mit einer reduzierten Replikationsfitness einhergingen. Viren mit einer über 10-fachen Suszeptibilitätsverlust gegen Darunavir zeigten zwar auch gegenüber Saquinavir den entsprechenden Suszeptibilitätsverlust, nicht aber gegen andere PIs (Atazanavir wurde nicht untersucht). Bei primärem Versagen muss also nicht notwendigerweise von einer kompletten Kreuzresistenz ausgegangen werden (De Meyer 2003+2005).

Elf Mutationen an 10 Positionen wurden, sofern mindestens drei auftraten, mit einer verminderten Ansprechrate auf geboostertes Darunavir assoziiert: V11I, V32I, L33F, I47V, I50V, I54L/M, T74P, L76V, I84V und L89V. Die einzelnen Mutationen scheinen jedoch die Empfindlichkeit unterschiedlich stark zu beeinflussen. An erster Stelle steht I50V, gefolgt von I54M, L76V und I84V. Danach folgen V32I, L33F und I47V. Den geringsten Einfluss haben V11I, I54L, G73S und L89V. Diese Gewichtung muss allerdings noch validiert werden.

Neue Mutationen, die bei Therapieversagen auftraten, sind V32I, L33F, I47V, I54L und L89V. Ca. 50 % dieser Isolate waren noch sensibel auf Tipranavir. Umgekehrt waren über 50 % der Isolate mit verminderter Tipranavir-Empfindlichkeit noch empfindlich auf Darunavir (De Meyer 2006a, De Meyer 2006b, Prezista US Product Information 2006, Johnson 2008). Der Nachweis der Mutation V82A ist, basierend auf den POWER/DUET-Studien, positiv mit einem Ansprechen korreliert (De Meyer 2009). Eine Datenbankanalyse von ca. 50.000 gepaarten Geno- und Phänotypen ergab, dass zwischen 2006 und 2009 der mediane Resistenzfaktor für die Darunavir-resistenten Proben (n=2141) von 38 auf 50 anstieg und für Tipranavir von 7,6 auf 4,3 sank. In diesem Zeitraum wurde, wahrscheinlich durch den erhöhten Gebrauch der Substanz, ein Anstieg bekannter Darunavir-Mutationen beobachtet: I50V (von 11 auf 15 %), I54L (von 17 auf 33 %) und L76V (von 5 auf 9 %). Die drei Mutationen E35N, I47A und V82L wurden erstmalig mit einer Resistenz gegen beide Substanzen assoziiert. Dagegen wurden die Mutationen L10F, G48M und V82F alleine Darunavir und I54S, I84V und I84C alleine Tipranavir zugeordnet. Diese zumindest partiell unterschiedlichen Mutationsmuster könnten strategisch genutzt werden (Stawiski 2010).

Fusionsinhibitoren

Dieser Abschnitt beschränkt sich auf Resistenzmutationen unter Enfuvirtid (T-20). In dem aus 351 Codons bestehenden gp41-Gen gibt es sowohl Positionen mit sehr hoher Variabilität als auch sehr konservierte Bereiche. Polymorphismen wurden bisher in allen gp41-Regionen beobachtet, die höchste Variabilität liegt in der HR2-Region. Primärresistenzen auf T-20 sind sehr selten (Wiese 2005).

Ein Wirkverlust von T-20 geht meist mit Mutationen an der T-20-Bindungsstelle – der HR1 (Heptad Repeat 1)-Region von gp41 – einher. Insbesondere betroffen sind die HR1-Positionen 36 bis 45, wie z. B. G36D/E/S, V38A/M/E, Q40H/K/P/R/T, N42T/D/S, N43D/K oder L45M/L. Der Grad an Resistenz bzw. der Faktor, um den die Suszeptibilität abnimmt (kann von unter 10 bis zu mehreren hundert reichen), hängt sowohl von der Position der Mutation als auch dem jeweiligen Aminosäureaustausch ab. Der Resistenzgrad ist bei Doppelmutationen in der Regel höher als bei singulären Mutationen. Bei Doppelmutationen wie G36S+L44M, N42T+N43K, N42T+N43S oder Q40H+L45M wurde je ein >250-facher IC50-Anstieg beobachtet. Daneben beeinflussen auch Mutationen in HR2 und Veränderungen in der Virushülle die Resistenzlage (Sista 2004, Mink 2005). So wurde z. B. in klinischen Virusisolaten mit der singulären HR1-Mutation G36D ein Suszeptibilitätsverlust zwischen 4- und 450-fach beobachtet. In dem Isolat mit 450-fachem Suszeptibilitätsverlust wurde auch an Position 126 auf HR2 eine heterozygote Veränderung beobachtet (N/K). Weitere Mutationen im gp41-Gen wurden auch an den Positionen 72, 90 und 113 gefunden (Sista 2004, Loutfy 2004).

Bei 6/17 Patienten mit virologischem Versagen entwickelte sich die Mutation S138A in der HR2-Region von gp41 – meist in Kombination mit einer Mutation an Position 43 auf HR1 und zusätzlichen Sequenzveränderungen an HR2-Positionen mit bekannten Polymorphismen (Xu 2004).

Ohne den Selektionsdruck durch T-20 ist die virale Replikationskapazität in Gegenwart von HR1-Mutationen im Vergleich zum Wildtyp deutlich reduziert, und zwar mit folgender Rangordnung: Wildtyp > N42T > V38A > N42T, N43K ≈ N42T, N43S > V38A, N42D ≈ V38A, N42T. Virale Fitness und T-20-Suszeptibilität korrelieren miteinander invers (Lu 2004).

CCR5-Antagonisten

CCR5-Antagonisten sollen nur bei Patienten mit ausschließlich CCR5-tropen Viren eingesetzt werden. Bei CXCR4- oder dual-tropen Viren wird von einer Therapie abgeraten. Deshalb muss vor dem Einsatz von CCR5-Antagonisten ein Tropismustest durchgeführt werden (siehe oben).

CCR5-trope Viren sind bei therapienaiven Patienten zu ca. 80-85 % und bei therapieerfahrenen Patienten zu ca. 50-60 % nachweisbar. Ausschließlich X4-trope Viren sind sehr selten (Brumme 2005, Melby 2006, Moyle 2005, Wilkin 2006, Hunt 2006, Coakley 2006). Die Wahrscheinlichkeit X4-troper Viruspopulationen steigt mit Abfall der absoluten und relativen CD4-Zellzahl, sowohl bei therapienaiven als auch bei therapieerfahrenen Patienten (Brumme 2005, Hunt 2006). Bei 50 therapienaiven Patienten mit einer CD4-Zellzahl von unter 200/µl wurden in 62 % R5-trope Viren nachgewiesen (Simon 2010).

Zwei Arten der Resistenzbildung gegen CCR5-Antagonisten sind zu unterscheiden: einerseits der Rezeptor-Switch von R5- zu X4-tropen bzw. dual-tropen Viren, andererseits aber auch Mutationen, die das Virus in die Lage versetzen, CCR5-Moleküle auch in Gegenwart von CCR5-Antagonisten für den Eintritt in die Zelle zu nutzen.

Bei ca. einem Drittel der Patienten mit Therapieversagen unter Maraviroc wurde ein Shift von CCR5- zu CXCR4-tropen Viren beschrieben (Heera 2008). Retrospektive Untersuchungen mit sensitiveren Verfahren haben gezeigt, dass bei einigen Patienten mit Therapieversagen bereits vor Therapiebeginn minore X4-Varianten vorhanden waren. Vereinzelt wurde allerdings auch im Kontrollarm ohne Maraviroc ein Rezeptor-Shift beobachtet (Mori 2007, Lewis 2007).

Im Rahmen einer Studie mit Vicriviroc wurden 118 Proben mit dem verbesserten TrofileTM-Test ESTA reanalysiert. 25 Patientenproben wurden mit dem sensitiveren Test als dual-trop eingestuft. Der Nachweis dieser minoren Viruspopulationen war mit einer geringeren Viruslastreduktion unter Vicriviroc assoziiert (Reeves 2008).

Proben von 360 Patienten mit R5-Tropismus aus der MERIT-Studie wurden mit dem sensitiveren Trofile-Assay (ESTA) und mittels Populationssequenzierung bzw. Ultradeep-Sequenzierung (454-Verfahren) reanalysiert. Die genotypische Interpretation erfolgte mit dem Corezeptortool von geno2pheno, wobei eine FPR-Grenze von 5,75 % verwendet wurde. Der jeweils mit den drei  Testmethoden ermittelte Tropismus war unabhängig vom Subtyp gleichermaßen prädiktiv für den Therapieerfolg zu Woche 48 und 96 (Portsmouth 2010b).

Da nicht jedes minore X4-Virus notwendigerweise zum Therapieversagen führt, wie aus der Reanalyse der Maraviroc-Studie 1029 hervorgeht, ist eine höhere Sensitivität nicht notwendigerweise von Vorteil. In der Studie hatten Patienten mit einem minoren X4-Anteil von <10 % trotzdem oftmals ein Therapieansprechen unter einem Regime mit Maraviroc (Swenson 2009). Bevor sensitivere Tests im klinischen Alltag eingesetzt werden, müssen zuerst die klinisch relevanten Grenzwerte ermittelt werden. Auch für die genotypische Tropismusbestimmung mittels geno2pheno sind die Grenzwerte für die Trennung von X4- bzw. D/M- und R5-tropen Viren von elementarer Bedeutung. Die aktuellen Grenzwerte sind im Abschnitt „Methoden zur Tropismusbestimmung“ beschrieben.

Bei einem Therapieversagen ohne Tropismuswechsel unter Maraviroc oder Vicriviroc wurden unterschiedliche Mutationen im V3-Loop des HIV-1 Hüllproteins gp120 nachgewiesen. Die Resistenzmuster waren nicht einheitlich und es wurden ebenfalls Mutationen außerhalb des V3-Loop beschrieben. Die Häufigkeit und klinische Relevanz der einzelnen env-Mutationen kann derzeit noch nicht gut genug eingeordnet werden, um Aussagen zur Resistenz zu treffen. Zum Teil waren die Mutationen nicht mit einer IC50-Erhöhung assoziiert. Vielmehr ging die phänotypische Maraviroc-Resistenz mit einer Reduktion der maximal möglichen Virusinhibition in den Dosis-Wirkungskurven einher (Mori 2008, McNicholas 2009). Diese Beobachtung spricht dafür, dass Maraviroc-resistente Viren auch den CCR5-Rezeptor, an den Maraviroc bereits gebunden hat, nutzen können (Landovitz 2006, Westby 2007, Johnson 2008, Craig 2009). Eine Kreuzresistenz zwischen Maraviroc und dem nicht mehr weiterentwickelten Vicriviroc wurde zwar nach mehreren In-vitro-Passagen beschrieben, aber eine komplette Klassenresistenz auch mit anderen CCR5-Antagonisten wie TBR-652 ist bisher nicht bekannt (Palleja 2010).

Es ist noch unklar, ob Maraviroc-resistente, R5-trope Viren durch monoklonale CCR5-Antikörper wie PRO 140 gehemmt werden. Da PRO 140 im Gegensatz zu den bisherigen CCR5-Antagonisten extrazellulär an den CCR5-Korezeptor bindet, ist Kreuzresistenz eher unwahrscheinlich (Jacobson  2009).

Integrase-Inhibitoren

Sequenzanalysen bei Viren von therapienaiven Patienten zeigten, dass das Integrase-Gen zwar sehr polymorph ist, jedoch die meisten relevanten Resistenzpositionen, wie zum Beispiel an den Positionen 148 und 155, konserviert sind (Hacket 2008).

Raltegravir: Im Rahmen der STARTMRK Studie an therapienaiven Patienten waren nach 156 Wochen nur bei vier Patienten Raltegravir-Mutationen nachweisbar. Bei 42 von 49 Patienten mit virologischem Versagen wurde keine Resistenz nachgewiesen (Markowitz 2007, Rockstroh 2011).

Bei vorbehandelten Patienten mit Therapieversagen unter Raltegravir wurden im wesentlichen drei Schlüsselmutationen bzw. Resistenzpfade beschrieben: N155H, Q148K/R/H und seltener Y143R/C. Weitere Mutationen, die zusammen mit N155H beobachtet wurden, waren L74M, E92Q, T97A, V151I, G163R, G163K, S230R. In Kombination mit Q148K/R/H können nachfolgende Mutationen auftreten: L74M, T97A, E138A, E138K, G140A, G140S und G163R, wobei Mutationen der Position 140 dominieren. Die Mutationen Q148K/R/H und N155H kommen nicht gleichzeitig auf dem selben Virusgenom vor, dies gilt auch für die Mutation E92Q und Mutationen der Position 148. Das meist zeitlich versetzte Auftreten zusätzlicher Mutationen zu den Schlüsselmutationen N155H oder Q148K/R/H bewirkt eine Zunahme der Resistenz, und erhöht, je nach Mutationsmuster, die zuvor reduzierte virale Fitness. Dies gilt insbesondere für den Mutationsweg Q148H (Goethals 2008, Hatano 2008). Viren mit dem Mutationsmuster N155H + Sekundärmutationen werden oft durch eine resistentere und fittere Viruspopulation mit dem Mutationsmuster Q148H + G140S verdrängt (Fransen 2008, Miller 2008). Deshalb sollte Raltegravir bereits bei Detektion einer ersten Schlüsselmutation abgesetzt werden, um den Effekt eines möglichen Zweitgenerations-Integrase-Inhibitors nicht zu gefährden.

Seltenerer entsteht eine Raltegravir-Resistenz über die Mutation Y143H/R/C, zum Beispiel in Kombination mit E92Q, T97A, V151I, G163R oder S230R (Cooper 2007, Hazuda 2007, Fransen 2008, Steigbigel 2008). Ebenso können Viruspopulationen mit der Mutation N155H durch Viruspopulationen mit Y143C/H/R ersetzt werden (da Silva 2010).

Bei Patienten mit bestehenden Resistenzmutationen ist darauf zu achten, dass Raltegravir nicht als funktionelle Monotherapie eingesetzt wird. In der SWITCHMRK-Studie führten Patienten mit virologisch erfolgreicher Lopinavir/r-basierter ART diese entweder weiter oder ersetzten Lopinavir/r durch Raltegravir. Im Raltegravir-Arm gab es häufiger virologisches Versagen, wahrscheinlich aufgrund archivierter Resistenzmutationen, die die Wirksamkeit des NRTI-Backbones beeinträchtigten. Die genetische Barriere von Raltegravir ist demnach nicht so hoch wie die eines geboosterten PIs, der, anders als Raltegravir, in bestimmten Fällen auch als Monotherapie eingesetzt werden kann (Gatell 2009).

Elvitegravir: Die bisher am häufigsten aufgetretenen Mutationen sind E92Q, E138K, Q148R/H/K und N155H. Hochgradige Kreuzresistenz zwischen Raltegravir und Elvitegravir liegt bei der Kombination Q148H/R+G140S vor (McColl 2007, DeJesus 2007). E92Q ist häufig assoziiert mit der kompensatorischen Mutation L68V (Goodmann 2008). Da unter Elvitegravir auch Raltegravir-spezifische Resistenzmutationen entstehen, ist ein Erfolg von Raltegravir nach Elvitegravir-Versagen unwahrscheinlich (Goodman 2008, Waters 2009). Dies wird klinisch durch den Bericht über zwei Patienten bekräftigt (DeJesus 2007).

Dolutegravir: Dieser neue, viel versprechende Integrase-Inhibitor befindet sich derzeit in Phase-II-Studien. Er besitzt im Vergleich zu Raltegravir und Elvitegravir wahrscheinlich eine höhere genetische Barriere. In vitro wurde, wenn überhaupt, nur eine geringe Kreuzresistenz nachgewiesen (Lalezari 2009, Sato 2009). In der Viking-Studie, in der 27 Patienten mit Raltegravir-spezifischen Resistenzmutationen und einer Viruslast von >1.000 Kopien/ml Dolutegravir 50 mg QD erhielten, erreichten an Tag 11 immerhin 21/27 Patienten eine Viruslast von <400 Kopien/ml oder eine Viruslastsenkung von mindestens 0,7 log. Mutationen an der Position 148 in Kombination mit zwei weiteren Sekundärmutationen hatten allerdings negative Auswirkungen. Durch eine höhere Dosis (50 mg BID) können diese, wie in einer zweiten kleinen Kohortenanalyse kürzlich gezeigt wurde, zumindest kurzfristig überwunden werden. Resistenzmutationen an den Positionen 143 und 155 blieben ohne Einfluss auf die Wirksamkeit (Eron 2010+2011).

Finanzierung

Eine gesetzliche Kassenleistung ist in Deutschland nur die genotypische Resistenzanalyse des Protease und des Reversen Transkriptase-Gens. Dies gilt vorbehandelte Patienten mit ungenügender Virussuppression, aber auch für Schwangere vor Einleitung einer Transmissionsprophylaxe und für neu infizierte Patienten, deren HIV-Infektion nicht länger als ein Jahr zurückliegt.

Obwohl Europäische Therapieleitlinien die Analyse aller in Frage kommenden Genbereiche als selbstverständlich voraussetzen, ist die Sequenzierung weiterer Genbereiche wie die der Integrase, gp120 oder gp41 nicht Bestandteil des gesetzlichen Leistungskataloges. Dies gilt auch für die vor dem Einsatz von Maraviroc obligatorische Tropismustestung. Bis diese Leitungen in den EBM-Katalog integriert werden, können individuelle Anträge auf Kostenübernahme bei den Kostenträgern gestellt werden. Alternativ kann man nur versuchen, diese Leistungen im Rahmen von Forschungsprojekten für den Patienten kostenfrei durchzuführen.

Zusammenfassung

Resistenz- und Tropismustests gehören zum Standard der diagnostischen Möglichkeiten in der HIV-Behandlung. Primär resistente Virusvarianten sind weiterhin in Regionen mit Zugang zu antiretroviralen Medikamenten bei etwa 10 % der therapienaiven HIV-Patienten nachweisbar. Resistenztests vor ART-Beginn führen zu signifikant besseren Ansprechraten. Durch Resistenztests bei Therapieversagen können die Folgetherapien optimiert werden. Pharmako-ökonomische Modellrechnungen zeigen, dass genotypische Resistenzbestimmungen sowohl bei vorbehandelten als auch bei therapienaiven Patienten kosteneffektiv sind (Sax 2005, Corzillius 2004, Weinstein 2001). Resistenztests werden bereits seit einigen Jahren von nationalen und internationalen Fachgesellschaften empfohlen.

Sowohl geno- als auch phänotypische Verfahren haben eine gute Intra- und Interassay-Reliabilität. Die Resistenzprofile und ihre Interpretation werden immer komplexer. Algorithmen müssen ständig aktualisiert, neue Substanzklassen müssen berücksichtigt werden. Die Festlegung der Schwellenwerte, die mit einer klinisch relevanten Resistenz assoziiert sind, ist entscheidend für den effektiven Einsatz der (virtuellen) Phänotypisierung. Wie für die Resistenzbestimmung hat sich in Deutschland auch für die Tropismusbestimmung im klinischen Alltag die Genotypisierung als Populationssequenzierung durchgesetzt. Das Corezeptortool von geno2pheno bietet eine an klinischen Daten validierte, online verfügbare Möglichkeit der Tropismus-Interpretation.

Abschließend sollte betont werden, dass die antiretrovirale Therapie – selbst unter Berücksichtigung gut interpretierbarer Resistenz- und Tropismustests – nur von erfahrenen HIV-Behandlern im klinischen und auch psychosozialen Kontext des Patienten begonnen, pausiert oder umgestellt werden sollte.

Resistenz-Tabellen

Alle Tabellen basieren auf verschiedenen Regel-basierten Interpretationsrichtlinien, wie z.B. HIV-GRADE (http://www.hiv-grade.de), den Regeln der ANRS – AC 11 Resistance Group (http://www.hivfrenchresistance.org/) und der Drug Resistance Mutations Group of the International AIDS Society-USA (Johnson 2009) sowie den im Text genannten Literaturstellen.

Diese Tabellen dienen zur Orientierung, erheben keinen Anspruch auf Vollständigkeit und ersetzen nicht den Expertenrat für individuelle Therapieentscheidungen.

Tabelle 8: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber NRTIs verursachen
NRTIs Resistenzmutationen
AZT T215Y/F (v.a. mit weiteren TAMs)≥ 3 Mutationen aus (M41L, D67N, K70R, L210W, K219Q/E)Q151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) oder T69SSX (Insertion)*Mögliche Resensitivierung durch K65R, L74V, Y181C, M184V/I
D4T V75M/S/A/TT215Y/F (meist in Kombination mit weiteren TAMs)≥ 3 TAMsQ151M (v.a. mit A62V/F77L/F116Y) oder K65R oder T69SSX (Insertion)*Mögliche Resensitivierung durch L74V, Y181C, M184V/I
ABC M184V + 3 Mutationen aus (M41L, D67N, L74I, L210W, T215Y/F, 219Q/E)≥5 Mutationen aus (M41L, D67N, L74I, L210W, T215Y/F, 219Q/E)K65R oder Y115F oder L74VQ151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) oder T69SSX (Insertion)*
3TC M184V/I/T oder T69SSX (Insertion)* oder K65R (Resistenz möglich)
FTC M184V/I/T oder T69SSX (Insertion)* oder K65R (Resistenz möglich)
DDI L74V, insbesondere zusammen mit T69D/N oder weiteren TAMsK65RQ151M (v.a. mit A62V, F77L, F116Y) oder T69SSX (Insertion)*T215Y/F und ≥ 2 Mutationen aus (M41L, D67N, K70R, L74I, L210W, K219Q/E)
TDF T69SSX (Insertion)*≥ 3 TAMs mit M41L oder L210W (Resistenz, z. T. nur partiell)≥3-5  Mutationen aus (M41, D67N, T69D/N/S, L210W, Y115F, T215Y/F, K219Q/E)K65R oder K70E/GMögliche Resensitivierung durch M184V/I und eventuell L74V
TAMs = Thymidinanaloga-Mutationen
* T69SSX (T69S plus einer Insertion von ≥2 Aminosäuren (z.B. SS, SG oder SA) zwischen Position 69 und 70) in Kombination T215Y/F und anderen TAMs erzeugt eine hochgradige Resistenz gegenüber allen NRTIs und gegenüber Tenofovir
Tabelle 9: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber NNRTIs verursachenFettdruck für Mutationen, die mit einer hochgradigen Resistenz verbunden sind
NNRTIs Resistenzmutationen
Efavirenz L100l oder K101E oder K103N/H/S/T oder V106MV108I (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen)Y181C/(I) oder Y188L/C/(H) oder G190S/A (C/E/Q/T/V)P225H (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen)
Nevirapin A98G (insbesondere für HIV-1 Subtyp C) oder L100lK101E/P/Q oder K 103N/H/S/T oder V106A/M oder V108IY181C/I/V oder Y188C/L/H oder G190A/S (C/E/Q/T/V)
Etravirin ≥ 2*-3 Mutationen aus (V90I, A98G, L100I, K101E/H/P, V106I, E138A/G/K/Q, V179D/F/T, Y181C/I/V, G190A/S, F227C, M230L)*in Kombination mit einer fett gedruckten  Mutation
 Tabelle 10: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber PIs verursachen
PIs Relevante Resistenz-Mutationen bzw. Resistenzprofile Weitere Resistenz-assoziierte Mutationen bzw. Profile, die zu einer intermediären Resistenz beitragen können
Saquinavir/r I84V/A oder 48V/M≥ 3 Mutationen aus (L10F/I/M/R/V, K20I/M/R/T, L24I, I62V, G73CST, 82A/F/S/T und L90M)oder≥ 4 Mutationen aus (L10I/R/V, I54V/L, A71V/T, V77I, V82A/ F/S/T und L90M)Mögliche Resensitivierung durch L76V ≥ 2 PRAMs*
Nelfinavir D30N oder l84A/V oder N88S/DL90M V82A/F/S/T und mindestens 2 aus: L10I, M36I, M46l/L, I54V/L/M/T, A71V/T, V77I≥ 2 PRAMs*
Fosamprenavir/r I50VL76V zusammen mit weiteren PI MutationenV32I plus I47V≥ 6 Mutationen aus (L10F/I/V, K20M/R, E35D, R41K, I54V/L/M, L63P, V82A/F/T/S, I84V) oder≥ 3 Mutationen aus (L10I/F/R/V, L33F, M36I, M46I/L, I54L/M/T/V, I62V, L63P, A71I/L/V/T, G73A/C/F/T, V82A/F/S/T, I84V und L90M) oder≥ 3 Mutationen aus L10F/I/V, L33F, M46I/L, I47V, I54L/M/V/A/T/S, A71V, G73S/A/C/T, V82A/F/C/G und L90M ≥ 2 PRAMs*
Lopinavir/r I47A+V32I≥ 3 Mutationen aus (M46I, I47A/V, L50V, I54A/M/V, L76V, V82FATS, I84V)L76V zusammen mit weiteren PI-Mutationen 5-7 Mutationen aus (L10F/I/R/V, K20M/R, L24l, V32I, L33F, M46l/L, I47V/A, I50V, F53L, l54L/T/V, A71l/L/V/T, G73S, V82A/F/T, l84V, L90M)≥ 2 PRAMs*
Atazanavir/r I50L – häufig kombiniert mit A71V -≥ 4 Mutationen aus (L10I/F, K20R/M/I, L24I, V32I, L33I/F/V, M46I, M48V, I54V/M/A, A71V, G73C/S/T/A, V82A/F/S/T, I84V, N88S und L90M)Mögliche Resensitivierung d. L76V N88S≥ 2 PRAMs*
Tipranavir/r ≥ 7 Mutationen/Punkte aus (K20M/R/V, L33F, E35G, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V; V82L/T und I84V mit jeweils doppeltem Punktwert)Score >10 aus(I10V (+1), L24I (-2), M36I (+2), N43T (+2), M46L (+1), I47V (+6), I50L/V (-4) I54A/M/V (+3), I54L (-7) Q58E (+5), T74P (+6), L76V (-2), V82L/T (+5), N83D (+4), I84V (+ 2))Mögliche Resensitivierung durch L76VWeitere Resistenz-ass. Mutationen: I54S, I84C 6 Mutationen/Punkte aus (K20M/R/V, L33F, E35G, N43T, M46L, I47V, I54A/M/V, Q58E, H69K, T74P, V82L/T, N83D und I84V; V82L/T und I84V mit jeweils doppeltem Punktwert)Score 3-10 aus(I10V (+1), L24I (-2), M36I (+2), N43T (+2), M46L (+1), I47V (+6), I50L/V (-4) I54A/M/V (+3), I54L (-7) Q58E (+5), T74P (+6), L76V (-2),.V82L/T (+5), N83D (+4), I84V (+ 2))
Darunavir/r ≥ 4 Mutationen aus:V11I, V32I, L33F, I47V, I50V, I54L/M, T74P, L76V, I84V, L89V(mit 32V, I50V, I54M, L76V und I84V als Hauptmutationen mit höherem Gewicht)Weitere Res.-ass. Mutationen: L10F, E35N, I47A, V82L, G48M, V82F ≥ 3 Mutationen aus:V11I, V32I, L33F, I47V, I50V, I54L/M, T74P, L76V, I84V, L89V (mit I50V, I54M, L76V und I84V als Hauptmutationen mit höherem Gewicht)
* Zu den PRAMs (protease inhibitor-resistance associated mutations) zählen die Mutationen L33I/F/V, V82A/F/S/T, I84V und L90M. Sie verursachen eine hohe PI-Kreuzresistenz.
Tabelle 11: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber Entry-Inhibitoren verursachen
Fusionsinhibitor Resistenzmutationen
T-20 (Enfuvirtide)

G36A/D/E/S/V oder I37V oder 38A/M/E/K/V oder Q39R

Q40H/K/P/R/T oder N42T/D/S oder N42T+(N43S/N43K)

N43D/KH/S oder L44M oder L44M+ G36S oder L45M/L/Q

CCR5-Antagobisten

Einzelne Mutationen als resistenzassoziiert beschrieben, kein einheitliches Muster

Der Suszeptibilitätsverlust ist bei Doppelmutationen meist höher als bei singulären Mutationen.
Tabelle 12: Mutationen, die eine Resistenz gegenüber Raltegravir verursachen
INIs (Integrase-Inhibitoren) Resistenzmutationen (Resistenzpfade bzw. Schlüsselmutationen) Weitere Mutationen bzw. Resistenzprofile, die zu einer Resistenz führen können
Raltegravir

Q148H/G/K/R/E

N155H

Y143H/R/C

Das Auftreten zusätzlicher Mutationen bewirkt eine Zunahme der Resistenz.

E157Q

T66I und E92Q

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NNRTIs

Resistenzmutationen

Efavirenz

L100l oder K101E oder K103N/H/S/T oder V106M

V108I (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen)

Y181C/(I) oder Y188L/C/(H) oder G190S/A (C/E/Q/T/V)

P225H (zusammen mit anderen NNRTI-Mutationen)

Nevirapin

A98G (insbesondere für HIV-1 Subtyp C) oder L100l

K101E/P/Q oder K 103N/H/S/T oder V106A/M oder V108I

Y181C/I/V oder Y188C/L/H oder G190A/S (C/E/Q/T/V)

Etravirin

≥ 2*-3 Mutationen aus (V90I, A98G, L100I, K101E/H/P, V106I, E138A/G/K/Q, V179D/F/T, Y181C/I/V, G190A/S, F227C, M230L)

*in Kombination mit einer fett gedruckten  Mutation

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Eingeordnet unter 10. Resistenzen und Tropismus, Teil 2 Antiretrovirale Therapie (ART)

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